Zaburzenia w rozrodzie psów manifestujące się niepłodnością, resorpcją zarodków, rodzeniem martwych szczeniąt czy ronieniami mogą mieć różne podłoże. Ich przyczyną mogą być patologie macicy (m.in. torbielowaty rozrost gruczołów macicy) (24), hipoluteinizm (10), defekty genetyczne (mono- lub trisomia chromosomu X) (21), współistniejące choroby (np. cukrzyca, nadczynność kory nadnerczy) (29), niedożywienie i zła kondycja suk (29), ekspozycja ciężarnych samic na substancje toksyczne, takie jak metale ciężkie, pestycydy czy niektóre leki (kabergolina, aglepriston) (11, 26). Indukowane mogą być one także licznymi czynnikami zakaźnymi i pasożytniczymi – zarówno bakteryjnymi (Brucella, Campylobacter spp., Salmonella spp., Leptospira spp., Coxiella burnetii, Listeria monocytogenes, Rickettsia rickettsii), wirusowymi (herpeswirus psów CHV, parwowirus psów typu 1 – CPV-1, wirus nosówki – CDV), jak i zakażeniami wywołanymi mykoplazmami, chlamydiami oraz inwazjami pierwotniaczymi, takimi jak toksoplazmoza (5).
Identyfikacja czynników odpowiedzialnych za zaburzenia w rozrodzie u suk jest w wielu przypadkach bardzo trudna lub wręcz niemożliwa. Tego typu pacjenci wymagają na ogół wielokierunkowej diagnostyki klinicznej i laboratoryjnej, która obejmuje: badanie ginekologiczno-położnicze, badanie ultrasonograficzne jamy brzusznej ze szczególnym uwzględnieniem macicy i jajników, badanie hematologiczne i biochemiczne krwi, określanie surowiczego stężenia hormonów płciowych, badania cytologiczne, bakteriologiczne i molekularne (PCR) wymazów z pochwy, a w przypadku patologicznych wypływów z dróg rodnych – wyizolowanie czynników zakaźnych i pasożytniczych oraz badanie genetyczne celem wykazania anomalii chromosomalnych.
Aktualnie techniki badań laboratoryjnych oraz dostępność systemów dedykowanych do lecznic weterynaryjnych znacznie ułatwiają zgromadzenie niezbędnych danych. Szczególną uwagę zwracają szybkie systemy do identyfikacji patogenów metodą molekularną (real-time PCR). Metoda ta, polegająca na namnażaniu specyficznego regionu DNA oraz monitorowaniu szybkości i intensywności reakcji, jest obecnie najczulszą techniką identyfikacji chorób zakaźnych. Znacząco ogranicza strefę wyników niewykrywalnych lub fałszywie ujemnych oraz pozwala na bardzo wczesne i poprawne rozpoznanie zakażeń. Jest to możliwe, ponieważ dodatnia wartość predykcyjna (DWP) testu PCR wynosi ~100%.
Celem badań było określenie częstotliwości występowania zaburzeń w rozrodzie u suk powodowanych czynnikami zakaźnymi oraz identyfikacja tych czynników.
Obserwacje własne
Badania prowadzono w okresie od maja do sierpnia 2025. Objęto nimi 98 suk, u których wystąpiły zaburzenia w rozrodzie, takie jak nieskuteczne krycie, resorpcja zarodków czy ronienia (tabela 1). Przeprowadzone badanie kliniczne, ultrasonograficzne narządu rodnego oraz badanie krwi (w tym określanie stężenia hormonów płciowych, tarczycy, nadnerczy oraz insuliny) nie wykazały żadnych nieprawidłowości. Od wszystkich zwierząt pobierano wymazy z dróg rodnych i kał na posiewy bakteriologiczne oraz do badań molekularnych w kierunku Campylobacter spp., Salmonella spp., Leptospira spp., Listeria monocytogenes, Rickettsia rickettsii, herpeswirusa psów CHV, parwowirusa psów typu 1 – CPV-1, wirusa nosówki – CDV, Mycoplasma spp., Chlamydia spp. oraz Toxoplasma spp. Od suk pobierano także krew do badań serologicznych w kierunku brucelozy.
| Zaburzenia w rozrodzie | Liczba psów | % |
| Niepłodność | 47 | 47,9 |
| Padnięcia noworodków | 28 | 28,6 |
| Ronienia | 13 | 13,3 |
| Resorpcje płodów | 10 | 10,2 |
Badania bakteriologiczne
Wymazy posiewano na agar z krwią i inkubowano w temperaturze 37°C przez 2 dni. Identyfikacji bakterii dokonywano w oparciu o morfologię kolonii, barwienie metodą Grama oraz właściwości biochemiczne wyizolowanych drobnoustrojów (test API). Badania bakteriologiczne w kierunku Salmonella przeprowadzono zgodnie z normą ISO EN ISO 6579-1.
Badania w kierunku Brucella
Obecność przeciwciał dla Brucella w surowicy psów badano, wykorzystując testy immunochromatograficzne (c. Brucella Ab VetExpert).
PCR
DNA do PCR izolowano z wymazów i próbek kału, wykorzystując zestaw Genomic Mini kit (A&A Biotechnology, Poland) zgodnie z procedurą producenta. Po ekstrakcji próbki DNA amplifikowano w real-time PCR, wykorzystując termocykler Rotor-Gene thermocycler (Corbett Research, Mortlake, Australia). Listę patogenów, w kierunku których wykonywano badania, przedstawiono w tabeli 2.
Tabela 2. Zestawienie patogenów badanych w reakcji PCR.
| Pathogen | Target gene | Amplicon size (base pairs (bp)) | Reference |
| CHV-1 | Kinaza tymidynowa | 493 pz | (25) |
| CDV | NP. – nukleoproteina | 293 pz | (1) |
| CPV-1 | VP2 | 1203 pz | (16) |
| Rickettsia spp. | rOmpB | 773 pz | (23) |
| Mycoplasma spp | 16S RNA | 247 pz | (8) |
| Leptospira spp. | 16S RNA | 298-320 pz | (19) |
| Listeria | hly gene (listeriolizyna O) | (2) | |
| Campylobacter spp. | 16S RNA | 816 pz | (17) |
| Salmonella spp. | His J | 496 pz | (28) |
| Chlamydiaceae spp. | 23S rRNA | 356 pz | (18) |
| Toxoplasma gondi | B1 | 188 pz | (13) |
Ryc. 1. Dodatni wynik badania w kierunku herpeswirozy z wykorzystaniem systemu do badań qPCR (PCR Easy, Stamar).
Ryc. 2. Dodatni wynik badania w kierunku mykoplazmozy z wykorzystaniem systemu do badań qPCR (PCR Easy, Stamar).
Dodatkowo wymazy poddano analizie w kierunku CHV, Toxoplasma gondii, Chlamydia spp. i Mycoplasma canis w analizatorze PCR Easy (Stamar), który przeprowadza jednocześnie izolację DNA tych patogenów i amplifikację ich materiału genetycznego w real-time PCR.
Przeprowadzone badanie bakteriologiczne wymazów z pochwy wykazało, iż u 33 suk wyizolowano bakterie Escherichia coli, u 15 Staphylococcus pseudintermedius, natomiast u 7 Streptococcus canis. U żadnej z badanych samic badanie serologiczne nie wykazało obecności przeciwciał dla Brucella canis.
Techniką PCR obecność DNA CHV wykryto w wymazach pobranych od 24 suk, u których notowano: padnięcia szczeniąt (n=9), ronienia (n=7), resorpcję płodów (n=5) oraz nieskuteczne krycie (n=3). Mycoplasma canis wykryto w wymazach pobranych od 17 zwierząt, u których notowano: problemy z płodnością (n=12), ronienia (n=3) oraz resorpcję płodów (n=2). Obecność DNA Chlamydia stwierdzono w dwóch wymazach pobranych od suki, której wielokrotne krycie było nieskuteczne, oraz od samicy, u której doszło do poronienia.
W każdym przypadku obecność materiału genetycznego potwierdzono dwoma badaniami PCR – z wykorzystaniem aparatu Corbett oraz szybkiego systemu do badań qPCR (PCR Easy, Stamar). Wyniki, zarówno pozytywne, jak i negatywne, w obu badaniach pokrywały się w 100% (ryc. 1, 2, 3, 4).
W żadnej próbce nie stwierdzono obecności materiału genetycznego parwowirusa, wirusa nosówki, Toxoplasma gondii, Salmonella spp., Campylobacter spp., Leptospira spp., Listeria monocytogenes oraz Rickettsia rickettsii.
Omówienie
W niniejszym opracowaniu przedstawiono wyniki badań własnych nad czynnikami zakaźnymi, które mogą stanowić potencjalną przyczynę zaburzeń w rozrodzie samic psów. Spośród licznych patogenów zdolnych indukować tego typu nieprawidłowości, z dróg rodnych suk, u których stwierdzono zaburzenia w rozrodzie, badaniami molekularnymi wykazano trzy z nich: CHV, Mycoplasma canis oraz Chlamydia spp.
Herpeswiroza psów jest zakaźną chorobą powodowaną przez alfaherpeswirusa psów (canine herpesvirus – CHV). Patogen ten jest przyczyną niepłodności, ronienia i zamierania zarodków oraz nagłych padnięć u noworodków w wieku poniżej 3 tygodni (4, 29). Przypuszcza się, że wirus jest szeroko rozpowszechniony w populacji psów. Zakażenie szerzy się przez kontakt bezpośredni w następstwie krycia oraz drogą donosową i doustną poprzez kontakt z zakażonymi wydzielinami. U osobników dorosłych infekcja ma z reguły przebieg bezobjawowy, a zakażone osobniki stanowią rezerwuar wirusa, którego mogą rozsiewać do środowiska, gdy dojdzie do spadku odporności (29). Wykazano, że w przypadku herpeswirozy może dochodzić do zakażeń transplacentalnych, w których wirus z organizmu matki poprzez łożysko przedostaje się do organizmu płodów, powodując ich mumifikację lub przyczyniając się do przedwczesnych porodów (7). W przypadku zakażeń śródmacicznych dochodzi do powstawania ognisk martwicy w błonie śluzowej macicy (3), efektem czego może być resorpcja płodów lub ich mumifikacja (22).
Rozpoznawanie herpeswirozy stanowi wyzwanie. CHV jest słabo immunogenny i w organizmie zakażonych psów indukuje rozwój przeciwciał, które utrzymują się jedynie około 100 dni (29). Gdy zakażenie przechodzi w stan latencji, w surowicy zakażonych psów nie można wykazać obecności przeciwciał dla CHV. Czułą metodą detekcji wirusa jest PCR. Materiał do badań mogą stanowić wymazy z pochwy, próbki łożyska lub tkanek poronionych płodów (15).
Ryc. 3. Dodatni wynik badania w kierunku clamydiazy z wykorzystaniem systemu do badań qPCR (PCR Easy, Stamar).
Ryc .4. Ujemny wynik badania w kierunku tokspolazmozy z wykorzystaniem systemu do badań qPCR (PCR Easy, Stamar).
Najskuteczniejszą metodą zapobiegania zakażeniom CHV jest immunoprofilaktyka. Na rynku produktów weterynaryjnych dostępna jest szczepionka do czynnego uodporniania suk w celu zapobiegania śmiertelności, objawom klinicznym i zmianom patologicznym u szczeniąt wywoływanym przez zakażenia herpeswirusem w pierwszych dniach życia. Pierwsze szczepienie wykonuje się w czasie trwającej cieczki albo 7–10 dni po prawdopodobnej dacie pokrycia, natomiast drugie 1 do 2 tygodni przed spodziewanym terminem porodu. Badania kliniczne potwierdzają skuteczność tej metody profilaktyki, w związku z czym sugeruje się, aby wszystkie suki przeznaczone do rozrodu były im poddawane (20).
Mycoplasma spp. to drobnoustroje pozbawione ściany komórkowej, stanowiące element naturalnej mikroflory pochwy zdrowych suk. Niemniej jednak mogą być także odpowiedzialne za rozwój różnych zaburzeń w rozrodzie, takich jak: niski wskaźnik zapłodnień, resorpcje zarodków, obumieranie płodów, ronienia, rodzenie martwych lub słabych szczeniąt. Drobnoustroje te nie są jednak uważane za naturalną florę bakteryjną macicy samic psów (30). Głównym gatunkiem Mycoplasma najczęściej łączonym z problemami w rozrodzie u psów jest Mycoplasma canis (27). Wydaje się, że drobnoustroje te działają jako czynniki oportunistyczne, namnażając się w sposób niekontrolowany w świetle macicy u zwierząt z obniżoną odpornością lub u których prowadzono długotrwałą antybiotykoterapię, która spowodowała zaburzenie równowagi flory bakteryjnej dróg rodnych. Mykoplazmoza szerzy się drogą krycia oraz poprzez sztuczne unasiennianie. Płody zostają zainfekowane w następstwie przedostania się do ich organizmu drobnoustrojów drogą śródmaciczną lub hematogenną (27). W leczeniu choroby najwyższą skuteczność wykazują tetracykliny.
Chlamydie to pozbawione ruchu, Gram-ujemne drobnoustroje należące do Chlamydiales. Wywołują zakażenia głównie u przeżuwaczy, rzadziej u bydła, świń i koni. Drobnoustroje te powodują zmiany martwicowe w łożysku i przyczyniają się do ronienia oraz rodzenia słabo żywotnych młodych. C. abortus wykazuje potencjał zoonotyczny i może być przyczyną zaburzeń w rozrodzie u kobiet (14). Izolowano je także od psowatych, co wskazuje, iż mogą stanowić zagrożenie także dla tej grupy zwierząt, w związku z czym infekcje na tle Chlamydia powinny być brane pod uwagę w diagnostyce różnicowej zaburzeń w rozrodzie u suk (12).
Wyniki obserwacji własnych wskazują, że w przypadku wystąpienia zaburzeń w rozrodzie u suk o nieustalonej przyczynie, w postępowaniu diagnostycznym należy brać pod uwagę czynniki zakaźne. W badaniach własnych w wymazach pobranych z dróg rodnych samic badaniami bakteriologicznymi stwierdziliśmy występowanie Escherichia coli, Staphylococcus pseudintermedius oraz Streptococcus canis. Obserwacje te są zbieżne z wynikami badań Golińskiej i wsp. (6), którzy te same drobnoustroje izolowali z dróg rodnych suk zarówno zdrowych, jak i wykazujących objawy chorobowe. Z kolei potwierdzenie PCR obecności w wymazach z dróg rodnych badanych zwierząt materiału genetycznego CHV, Mycoplasma i Chlamydia sugeruje, iż czynniki te należy rozważyć jako potencjalne przyczyny ronień, niepłodności czy wczesnych padnięć szczeniąt. Dane literaturowe potwierdzają, że częstotliwość występowania infekcji na tle tych patogenów może być wyższa, niż się powszechnie sądzi (8, 9, 22), w związku z czym zasadne wydaje się prowadzenie stałego monitoringu tego typu zakażeń w hodowlach psów, z wykorzystaniem czułych i szybkich metod, takich jak szybkie systemy qPCR dedykowane do gabinetów weterynaryjnych, co jest kluczowe, by właściwie prowadzić programy hodowlane.
Chociaż w żadnym materiale pobranym od każdej z suk nie stwierdzono obecności DNA Toxoplasma gondii, wskazane jest również prowadzenie monitoringu w kierunku tej choroby. Pomimo tego, że prewalencja toksoplazmozy w populacji psów jest znacznie niższa niż w populacji kotów, to jednak z uwagi na to, iż stanowi ona groźną zoonozę, nie powinna być pomijana w diagnostyce różnicowej chorób psów przebiegających z zaburzeniami w rozrodzie.
Piśmiennictwo
1. Adaszek Ł., Winiarczyk S., Maj J., Jankowski Ł., Ziętek-Barszcz A., Skrzypczak M.: Molecular analysis of the nucleoprotein gene of canine distemper virus isolated from clinical cases of the disease in foxes, minks and dogs. „Pol J Vet Sci.”, 2009, 12 (4), 433-7.
2. Bilung L. M., Ulok V., Tesfamariam F. M. et al.: Assessment of Listeria monocytogenes in pet food. „Agric & Food Secur”, 2018, 7, 23.
3. Decaro N., Carmichael L. E., Buonavoglia C.: Viral reproductive pathogens of dogs and cats. „The Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice”, 2012, 42 (3), 583–598.
4. Decaro N., Martella V., Buonavoglia C.: Canine adenoviruses and herpesvirus. „The Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice”, 2008, 38 (4), 799–814.
5. Fontbonne A.: Causes of pregnancy arrest in the canine species. „Reproduction in Domestic Animals”, 2023, 58, 72–83.
6. Golińska E., Sowińska N., Tomusiak-Plebanek A., Szydło M., Witka N., Lenarczyk J., Strus M.: The vaginal microflora changes in various stages of the estrous cycle of healthy female dogs and the ones with genital tract infections. „BMC Vet Res.”, 2021, Jan 6, 17 (1): 8.
7. Hashimoto A., Hirai K., Okada K., Fujimoto Y.: Pathology of the placenta and newborn pups with suspected intrauterine infection of canine herpesvirus. „American Journal of Veterinary Research”, 1979, 40 (9), 1236–1240.
8. Jagódka D., Kaczorek-Łukowska E., Socha P. A.: The prevalence of Mycoplasma canis in the vaginas of breeding bitches. „J Vet Res.”, 2024, 68 (3), 347–353.
9. Jagódka D., Kaczorek-Łukowska E., Graczyk R., Socha P.: Vaginal aerobic bacteria of healthy bitches and those with fertility problems. „Pol J Vet Sci.”, 2023, 26 (4), 733–739.
10. Johnston S. D., Root Kustritz M. V., Olson P. N. S. Chapter 5: Canine pregnancy. „Canine and feline theriogenology”, Saunders, 2001, 66–104.
11. Kumar S., Sharma A., Kshetrimayum C.: Environmental & occupational exposure & female reproductive dysfunction. „The Indian Journal of Medical Research”, 2019, 150 (6), 532–545.
12. Li Z., Liu P., Cao X., Lou Z., Zaręba-Marchewka K., Szymańska-Czerwińska M., Niemczuk K., Hu B., Bai X., Zhou J.: First Report of Chlamydia abortus in Farmed Fur Animals. „Biomed Res Int.”, 2018, 26, 4289648.
13. Lappin M. R., Burney D. P., Dow S. W., et al.: Polymerase chain reaction for the detection of Toxoplasma gondii in aqueous humor of cats. „Am J Vet Res”, 1996, 57, 1589–1593.
14. Longbottom D., Coulter L. J.: Animal chlamydiosis and zoonotic implications. „J Comp Pathol”, 2003, 128, 217–244.
15. Mir F., Fontaine E., Albaric O., Greer M., Vannier F., Schlafer D. H., Fontbonne A.: Findings in uterine biopsies obtained by laparotomy from bitches with unexplained infertility or pregnancy loss: An observational study. „Theriogenology”, 2013, 79 (2), 312–322.
16. Mochizuki M., Hashimoto M., Hajima T., et al.: Virologic and serologic identification of minute virus of canines (canine parvovirus type 1) from dogs in Japan. „J Clin Microbiol”, 2002, 40, 3993–3998.
17. Moyaert H., Ceelen L., Dewulf J., Haesebrouck F., Pasmans F.: PCR detection of Campylobacter species in feces from dogs. „Vlaams Diergeneeskundig Tijdschrift”, 2008, 78, 92–96.
18. Nordentoft S., Kabell S., Pedersen K.: Real-time detection and identification of Chlamydophila species in veterinary specimens by using SYBR green-based PCR assays. „Appl Environ Microbiol”, 2011, 77, 6323–6330.
19. Ooteman M. C., Vago A. R., Koury M. C.: Evaluation of MAT, IgM ELISA and PCR methods for the diagnosis of human leptospirosis. „J Microbiol Methods.”, 2006, 65, 247–57.
20. Poulet H., Guigal P. M., Soulier M., Leroy V., Fayet G., Minke J., Chappuis G.: Protection of puppies against canine herpesvirus by vaccination of the dams. „The Veterinary Record”, 2001, 148, 691–695.
21. Romagnoli S.: When pregnancy is jeopardized – causes and therapeutical options. „Proceedings of the 18th EVSSAR congress”, 2015, 67–73.
22. Ronsse V., Verstegen J., Thiry E., Onclin K., Aeberlé C., Brunet S., Poulet H.: Canine herpesvirus-1 (CHV-1): clinical, serological and virological patterns in breeding colonies. „Theriogenology”, 2005, 64, 61–74.
23. Roux V., Raoult D.: Phylogenetic analysis of members of the genus Rickettsia using the gene encoding the outer-membrane protein rOmpB (ompB). „Int. J. Syst. Evol. Microbiol.”, 2000, 50, 1449–1455.
24. Schlafer D. H., Gifford A. T.: Cystic endometrial hyperplasia, pseudo-placentational endometrial hyperplasia, and other cystic conditions of the canine and feline uterus. „Theriogenology”, 2008, 70, 349–358.
25. Schulze C., Baumgärtner W.: Nested polymerase chain reaction and in situ hybridization for diagnosis of canine herpesvirus infection in puppies. „Vet. Pathol.”, 1998, 35, 209–217.
26. Sharara F. I., Seifer D. B., Flaws J. A.: Environmental toxicants and female reproduction. „Fertility and Sterility”, 1998, 70, 613–622.
27. Spergser J.: Mycoplasma in dogs: Significance, diagnosis and treatment. „Proceedings of the 21th EVSSAR congress. European Veterinary Society for Small Animal Reproduction”, 2018, 75–77.
28. Verma A. K., Sinha D. K., Singh B. R.: Detection of Salmonella from clinical samples of dogs by PCR. „Indian Journal of Animal Sciences”, 2011, 81, 552–555.
29. Verstegen J., Dhaliwal G., Verstegen-Onclin K.: Canine and feline pregnancy loss due to viral and non-infectious causes: A review. „Theriogenology”, 2008, 70, 304–319.
30. Watts J. R., Wright P. J., Whithear K. C.: Uterine, cervical and vaginal microflora of the normal bitch throughout the reproductive cycle. „The Journal of Small Animal Practice”, 1996, 37, 54–60.
Chcesz otrzymywać informacje o najnowszych wydarzeniach?
Zapisz się do naszego newslettera